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Mezzi di contrasto per cellule vegetali

Mezzi di contrasto per cellule vegetali



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Attualmente ho una preparazione waterweed (elodea) per il mio microscopio ottico, ma posso vedere solo alcune delle strutture (membrana, parete, cloroplasti e nucleo).

Ora voglio vedere di più (come il vacuolo, il perossisoma, i mitocondri, l'amiloplasto, il ribosoma, l'apparato del Golgi e il reticolo endoplasmatico se possibile con un microscopio ottico)

So che ci sono mezzi di contrasto come la soluzione di iodio di Lugol (soluzione di ioduro di iodio-potassio) ma cosa mostrerà? E ce ne sono di più?

Grazie in anticipo


Differenze tra cellule vegetali e animali

Le cellule animali e le cellule vegetali sono simili in quanto sono entrambe cellule eucariotiche. Queste cellule hanno un vero nucleo, che ospita il DNA ed è separato dalle altre strutture cellulari da una membrana nucleare. Entrambi questi tipi di cellule hanno processi simili per la riproduzione, che includono la mitosi e la meiosi. Le cellule animali e vegetali ottengono l'energia di cui hanno bisogno per crescere e mantenere la normale funzione cellulare attraverso il processo di respirazione cellulare. Entrambi questi tipi di cellule contengono anche strutture cellulari note come organelli, che sono specializzati per svolgere funzioni necessarie per il normale funzionamento cellulare. Le cellule animali e vegetali hanno in comune alcuni degli stessi componenti cellulari tra cui un nucleo, il complesso di Golgi, il reticolo endoplasmatico, i ribosomi, i mitocondri, i perossisomi, il citoscheletro e la membrana cellulare (plasma). Sebbene le cellule animali e vegetali abbiano molte caratteristiche comuni, sono anche diverse.


Cellula vegetale

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Direttore

Tyson Brown, National Geographic Society

Autore

Società Geografica Nazionale

Responsabili di produzione

Gina Borgia, National Geographic Society
Jeanna Sullivan, National Geographic Society

Specialisti del programma

Sarah Appleton, National Geographic Society
Margot Willis, National Geographic Society

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Risorse correlate

Funzioni delle celle

Una cellula è uno degli elementi costitutivi della vita. Le cellule sono gruppi di organelli legati alla membrana che lavorano insieme per consentirgli di funzionare. Alcuni dei principali organelli includono il nucleo, i mitocondri, i lisosomi, il reticolo endoplasmatico e l'apparato di Golgi. Le cellule vegetali includono anche i cloroplasti, responsabili della fotosintesi. Usa queste risorse in classe per esaminare come funzionano le cellule con i tuoi studenti.

Storia della cellula: alla scoperta della cellula

Scoperta inizialmente da Robert Hooke nel 1665, la cellula ha una storia ricca e interessante che alla fine ha lasciato il posto a molti dei progressi scientifici di oggi.

Confronto tra cellule vegetali e animali

Identificare le differenze tra cellule vegetali e animali e come queste differenze si riferiscono alle loro funzioni cellulari.

Unicellulare vs Multicellulare

Le cellule funzionano in modo diverso negli organismi unicellulari e multicellulari. Un organismo unicellulare dipende da una sola cellula per tutte le sue funzioni mentre un organismo multicellulare ha cellule specializzate per svolgere diverse funzioni che supportano collettivamente l'organismo.

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Terreni per patologia – Protocollo di coltura del tessuto vegetale

L'agar di farina di mais è consigliato per la coltura di funghi fitopatologici ed è consigliato anche per la produzione di clamidospore da candida albicans. I passaggi di base per la preparazione di questo prodotto sono elencati di seguito:

  1. Sospendere 17,0 g di polvere in 1 litro di acqua distillata (W3500) e portare all'ebollizione o fino a completa dissoluzione del terreno. Aggiungere l'1% di poliossietilensorbitano monooleato (TWEEN ® 80) (P4780) per incoraggiare la produzione di clamidospore.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato.

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere di colore giallo chiaro, omogenea e scorrevole. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Brodo Czapek Dox (C1551)

Czapek Dox Broth è un terreno liquido definito, progettato per la coltivazione di funghi e batteri in grado di utilizzare azoto inorganico ed è particolarmente utile per la coltivazione di vari batteri e funghi del suolo e molti aspergilli saprofiti. Questo terreno è preparato solo con fonti inorganiche di azoto (nitrato di sodio) e una fonte di carbonio chimicamente definita (glucosio). Questo prodotto è una modifica della formula Czapek di Dox secondo Thom e Raper (1945). I passaggi di base per la preparazione di questo prodotto sono elencati di seguito:

  1. Sospendere 35,0 g di polvere in 1 litro di acqua distillata e portare ad ebollizione o fino a completa dissoluzione del terreno.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato. Il terreno preparato può presentare un leggero precipitato.

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere bianca, omogenea e scorrevole. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Luria Broth Base, Miller, LB (L1900)
Luria Agar Base, Miller, LB (L2025)

Luria Broth e Agar sono terreni utilizzati per la coltura di batteri utilizzati negli studi di biologia molecolare. I passaggi fondamentali per la preparazione di questi prodotti sono elencati di seguito:

  1. Sospendere la quantità appropriata di polvere in 1 litro di acqua distillata/deionizzata. Sciogliere il mezzo di agar riscaldando a ebollizione.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato (prima o dopo la sterilizzazione in autoclave).

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). I granuli disidratati devono essere leggermente abbronzati, omogenei e scorrevoli. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Brodo di estratto di malto (M6409)
Agar estratto di malto (M6907)

Malt Extract Broth e Agar sono utilizzati per l'isolamento e la rilevazione di lieviti e muffe. I carboidrati presenti in questi terreni si prestano bene a supportare la crescita di molti funghi. I passaggi fondamentali per la preparazione di questi prodotti sono elencati di seguito:

  1. Sospendere la quantità appropriata di polvere in 1 litro di acqua distillata/deionizzata. Sciogliere il mezzo di agar riscaldando a ebollizione. Evitare di surriscaldare questo prodotto in quanto potrebbe risultare in un gel di agar più morbido e un aumento dell'oscuramento del terreno.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato (prima o dopo la sterilizzazione in autoclave).

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere biancastra, omogenea e scorrevole. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Brodo nutriente (N7519)
Agar nutriente 1,5% (N4019)

Nutrient Broth e Agar 1,5% sono terreni microbiologici di uso generale per organismi meno esigenti. I passaggi fondamentali per la preparazione di questi prodotti sono elencati di seguito:

  1. Sospendere la quantità appropriata di polvere in 1 litro di acqua distillata/deionizzata. Sciogliere il mezzo di agar riscaldando a ebollizione.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato (prima o dopo la sterilizzazione in autoclave).

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere marrone chiaro, omogenea e scorrevole. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Agar farina d'avena è consigliato per la coltivazione di funghi, in particolare per la formazione di macrospore. I passaggi fondamentali per la preparazione di questo prodotto sono elencati di seguito:

  1. Sospendere 72,5 g di polvere in 1 litro di acqua distillata/deionizzata e portare ad ebollizione fino a completa dissoluzione del terreno. Agitare il terreno per ottenere una sospensione uniforme.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato. Agitare il mezzo durante l'erogazione per ottenere una miscela uniforme.

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere beige, non omogenea e leggermente grumosa. Il terreno preparato sarà da biancastro a opaco con particelle non omogenee presenti. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.

Brodo di destrosio di patate (P6685)
Agar destrosio di patate (P2182)

Potato Dextrose Broth e Agar sono terreni standard per la coltura di batteri, funghi, lieviti e muffe. I passaggi fondamentali per la preparazione di questi prodotti sono elencati di seguito:

  1. Sospendere la quantità appropriata di polvere in 1 litro di acqua distillata/deionizzata. Sciogliere il mezzo di agar riscaldando a ebollizione.
  2. Sterilizzare il terreno in un'autoclave convalidata a 1 kg/cm 2 (15 psi), 121 ° C. Il mezzo dovrebbe raggiungere una temperatura di 121 °C per almeno 15 minuti. Fare riferimento al protocollo di sterilizzazione dei supporti.
  3. Dispensare il mezzo come desiderato (prima o dopo la sterilizzazione in autoclave).

Tutte le preparazioni del terreno devono essere conservate a 0-5 °C. Conservare il terreno secco a temperatura ambiente (inferiore a 30 °C). La polvere disidratata deve essere beige chiaro, omogenea e scorrevole. Il deterioramento del terreno in polvere può essere riconosciuto da: 1) granulazione, aggregazione o particolato in tutta la polvere 2) variazione del pH 3) incapacità di promuovere la crescita se usato correttamente.


Introduzione

Comprendere la distribuzione spaziale e temporale delle macromolecole e degli organelli è un aspetto essenziale della biologia cellulare. Gli approcci di imaging basati sulla microscopia consentono ai ricercatori di analizzare la localizzazione dinamica dei componenti cellulari, gli eventi di rimodellamento della membrana, la morfologia e la funzione degli organelli, le caratteristiche strutturali delle proteine ​​e dei complessi molecolari e le loro reti di interazione.

Le tecniche di imaging di microscopia più comunemente utilizzate impiegano fotoni (luce) o elettroni per raccogliere informazioni sui vari modi in cui queste forme di radiazione interagiscono con i campioni biologici. La microscopia ottica consente l'imaging dal vivo e offre opportunità uniche per comprendere le dinamiche cellulari nei sistemi viventi durante lo sviluppo, le risposte fisiologiche, il ciclo cellulare, ecc. Lo sviluppo di sonde fluorescenti (sonde chimiche e basate su nanoparticelle, tag geneticamente codificati e combinazioni di entrambi) [ 1] nel contesto della microscopia ottica ha rivoluzionato il campo della biologia cellulare. Il toolkit della sonda fluorescente per l'imaging di molecole, membrane o organelli selezionati è in continua espansione e miglioramento. Tuttavia, la microscopia a fluorescenza come altre modalità della microscopia ottica convenzionale è limitata dalla sua risoluzione (≥200 nm in X e ≥500 pollici z), imposto dalla diffrazione della luce. Le tecniche di imaging di microscopia a super-risoluzione (chiamate anche nanoscopia) come la microscopia a ricostruzione ottica stocastica (STORM), la microscopia a illuminazione strutturata (SIM), la microscopia a localizzazione fotoattivata (PALM) e la microscopia a localizzazione con fotoattivazione a fluorescenza (FPALM) hanno sfidato il limite di diffrazione della luce raggiungendo risoluzione laterale pratica nell'intervallo 20–100 nm [ 2– 6]. Tuttavia, quando è necessaria una risoluzione spaziale più elevata, la microscopia elettronica (EM) è l'opzione di imaging preferita (Fig. 1a).

(a) Confronto delle risoluzioni assiali ottenute da diversi approcci EM 3D. ET, tomografia elettronica FIB SEM, microscopia elettronica a scansione a fascio di ioni focalizzato SPA, analisi di singole particelle SBF-SEM, microscopia elettronica a scansione blockface seriale SXT, tomografia a raggi X molli. (b) Principio generale della tomografia elettronica.

(a) Confronto delle risoluzioni assiali ottenute da diversi approcci EM 3D. ET, tomografia elettronica FIB SEM, microscopia elettronica a scansione a fascio di ioni focalizzato SPA, analisi di singole particelle SBF-SEM, microscopia elettronica a scansione blockface seriale SXT, tomografia a raggi X molli. (b) Principio generale della tomografia elettronica.

La trasmissione convenzionale EM (TEM) può risolvere le macromolecole cellulari nel loro contesto cellulare con una risoluzione di

1-2 nm, tuttavia, è spesso limitato dal fatto che genera solo proiezioni 2D e richiede la fissazione e l'elaborazione del campione, che possono introdurre artefatti e modifiche indesiderate alla struttura cellulare.

Le ricostruzioni tridimensionali basate sull'imaging EM possono essere ottenute utilizzando diversi approcci, come la sezione seriale TEM (ssTEM), in cui le sezioni seriali realizzate lungo un campione biologico vengono visualizzate in sequenza o l'imaging seriale di superficie in cui la superficie di un blocco contenente un biologico il campione viene ripreso mediante scansione EM (SEM) mentre strati sottili vengono rimossi dalla superficie mediante ultramicrotomia (blockface seriale SEM o SBF-SEM) o mediante fresatura con un fascio di ioni focalizzati (FIB SEM) [ 7]. La risoluzione di questi approcci basati sull'imaging seriale è limitata al doppio dello spessore della sezione [8] e quindi, comunemente limitata a

Gli approcci alla tomografia elettronica (ET) si basano invece sulla raccolta di immagini di un singolo campione ad angoli diversi e sulla combinazione delle singole proiezioni 2D in una ricostruzione 3D o tomogramma tramite metodi di Fourier o dello spazio reale [9, 10]. L'ET di campioni incorporati nella plastica e la crio-ET di materiale vetrificato hanno permesso ai biologi cellulari di visualizzare complessi macromolecolari e organelli nel loro contesto cellulare 3D nativo con una risoluzione assiale di 2-7 nm, o anche superiore se combinata con approcci di analisi delle immagini, come la media del sub-tomogramma [ 11-13].

In questa recensione, discutiamo le intuizioni ottenute dall'ET di campioni incorporati in plastica e le tecniche emergenti nella crio-ET. Discutiamo anche di altre metodologie che utilizzano la crio-imaging per l'imaging su mesoscala delle cellule nel loro stato nativo, nonché le attuali limitazioni e opportunità per espandere e combinare modalità di imaging nella biologia delle cellule vegetali.

Tomografia elettronica

L'ET si basa su principi simili a varie tecniche tomografiche utilizzate nell'imaging medico come la tomografia assiale computerizzata (tamografia a scansione). In una TAC, le proiezioni a raggi X del paziente vengono raccolte su 180° o una rotazione completa di 360°. Per ET, i campioni vengono posti in un supporto che può essere inclinato sotto il fascio di elettroni e le immagini vengono raccolte a intervalli angolari di 1-3°, generando una pila di proiezioni 2D di un'area del campione selezionata [14, 15] (Fig. 1b). Tuttavia, a causa dello spessore della sezione (con un'inclinazione di 60°, la lunghezza del percorso degli elettroni attraverso il provino è il doppio dello spessore del provino mentre a 70° è tre volte lo spessore del provino) [ 8] e il fatto che il il supporto del campione ad angoli di inclinazione elevati entra nel percorso del raggio, l'intervallo angolare in ET è generalmente limitato a 60° o 70°, con conseguente cuneo di informazioni mancanti tra l'angolo di inclinazione massimo raccolto e 90°. Ciò si traduce in tomogrammi con risoluzione anisotropa. Per migliorare l'isotropia della risoluzione, è possibile raccogliere serie di tilt lungo due assi ortogonali per generare tomogrammi a due assi [ 16]. In genere, i TEM a tensione intermedia (200-300 kV) vengono utilizzati per la raccolta dei dati poiché tensioni inferiori (ad es. 100 kV) non forniscono buone immagini di sezioni semi-spesse ad angoli di inclinazione elevati.

Una volta raccolta una pila di proiezioni 2D, le immagini allineate vengono utilizzate per calcolare un tomogramma elettronico utilizzando algoritmi di retroproiezione ponderati [ 17]. La risoluzione e la qualità del tomogramma risultante dipendono da molti fattori, tra cui la conservazione del campione, l'ingrandimento e la qualità del rivelatore, l'intervallo angolare, l'intervallo angolare e lo spessore della sezione [8].

Le ricostruzioni tomografiche possono essere visualizzate da qualsiasi angolazione e tagliate a intervalli 50-100 volte più sottili dello spessore della sezione originale. Gli organelli e le strutture di interesse possono essere tracciati manualmente o automaticamente in tomografica (segmentazione) per rendere modelli tomografici 3D che possono poi essere utilizzati per analisi qualitative e quantitative [ 18].

Nella biologia cellulare, l'ET viene applicato a due tipi principali di campioni, campioni inclusi in plastica e criofissati (crio-ET).

ET di campioni incorporati in plastica

In questo caso, sezioni di 150-300 nm di spessore sono realizzate con materiali biologici fissi e resinati. Questo approccio è comunemente usato per studi biologici cellulari di tessuti, organi e persino interi organismi multicellulari. In genere, l'imaging viene eseguito in TEM da 200-300 kV a temperatura ambiente.

Per la maggior parte delle applicazioni in biologia cellulare, l'imaging di sezioni di plastica semi-spesse superiori a 300 nm risulta in una scarsa risoluzione. Per campioni più grandi, è possibile combinare tomogrammi seriali da sezioni seriali per ottenere ricostruzioni tomografiche di volumi cellulari più grandi senza compromettere la risoluzione. Tuttavia, questo approccio è molto laborioso, in quanto richiede l'attenta raccolta di sezioni seriali, idealmente sulla stessa griglia. Inoltre, porta a un gap di 15-25 nm di materiale mancante tra le sezioni seriali, rendendo difficile l'allineamento dei tomogrammi seriali e la segmentazione di strutture cellulari complesse [19]. Un approccio alternativo è la scansione TEM (STEM)-ET. STEM-ET può eseguire ricostruzioni 3D di sezioni spesse (0,5-1,5 μm) con una risoluzione paragonabile a quella dell'ET convenzionale di

La qualità di qualsiasi ricostruzione tomografica dipende dalla conservazione del campione. La criofissazione, a pressione atmosferica o ad alta pressione, seguita dalla crio-sostituzione consente una conservazione della struttura cellulare molto migliore rispetto alla fissazione chimica. In pratica, il congelamento senza danni rilevabili ai cristalli di ghiaccio a pressione atmosferica può essere ottenuto solo in campioni fino a 10 μm di spessore. Per campioni più grandi fino a 200 μm di spessore, come punte di radici sezionate, tessuti fogliari, semi in via di sviluppo o persino colture di cellule vegetali, dovrebbe essere utilizzato il congelamento ad alta pressione [ 23, 24].

I campioni congelati ad alta pressione possono quindi essere disidratati e fissati attraverso il processo di sostituzione del congelamento, in cui i campioni congelati vengono posti in criovali contenenti solventi con fissativi a -80°C per 2-3 giorni o per alcune ore sotto agitazione [25]. Dopo che l'acqua congelata è stata completamente sostituita con solventi, i campioni vengono incorporati in resina e sezionati in un ultramicrotomo. Il miglioramento del contrasto può essere ottenuto colorando sezioni di plastica con reagenti contenenti metalli pesanti, come citrato di piombo e acetato di uranile. Dopo la colorazione della sezione, particelle di oro colloidale da 10 o 15 nm vengono applicate su ciascun lato delle sezioni da utilizzare come fiducial che facilitano l'allineamento fine delle immagini tilt durante la ricostruzione tomografica [26].

Questo approccio ET fornisce informazioni 3D molto preziose sulle strutture cellulari ma affronta alcuni problemi, come la necessità di fissare, disidratare e incorporare in plastica i campioni, che possono introdurre cambiamenti nella struttura cellulare. Inoltre, la maggior parte delle informazioni contenute nelle immagini derivano dalle colorazioni elettrondense utilizzate per aumentare il contrasto (es. osmio, piombo) e non dai componenti cellulari stessi.

Crio-ET

Cryo-EM si riferisce alla visualizzazione di molecole, organelli o cellule congelati e idratati. I campioni sono in ghiaccio vitreo (cioè congelato senza cristalli di ghiaccio) e allo stato nativo (né fissato chimicamente né colorato con metalli pesanti), fornendo la conservazione strutturale più fedele possibile [27-30]. Ci sono due modalità principali nella crio-EM, analisi a particella singola (SPA) e crio-ET. Per SPA, uno strato sottile di una soluzione contenente particelle isolate (ad esempio proteine, complessi molecolari, virus) viene crio-immerso in etano liquido o propano liquido. Queste particelle ora incorporate in un sottile strato di ghiaccio vitreo, idealmente con orientamenti casuali, vengono visualizzate in un crio-EM. Migliaia di particelle nelle immagini raccolte vengono quindi ordinate in base al loro orientamento e mediate in classi per calcolare ricostruzioni 3D che possono raggiungere una risoluzione atomica o quasi atomica [27, 31]. Diversamente da SPA, la crio-ET non dipende dall'imaging di migliaia di strutture ripetitive ma può generare ricostruzioni 3D di oggetti variabili come gli organelli, sebbene a risoluzione inferiore rispetto a quelle ottenute da SPA. Inoltre, è possibile applicare la crio-ET a cellule intere o fette cellulari, consentendo l'analisi di assemblaggi molecolari e membrane nel loro contesto cellulare [27].

Lo sviluppo di dispositivi nuovi e migliorati per criofissare e processare campioni per crio-ET insieme a una nuova generazione di rivelatori di elettroni diretti e algoritmi per l'analisi delle immagini hanno consentito una vera rivoluzione nel campo della biologia cellulare, ampliando la nostra comprensione sull'architettura e la dinamica di assemblaggi molecolari nel loro contesto cellulare nativo [27, 30, 32].

Proprio come descritto per ET a temperatura ambiente, lo spessore del campione è un fattore limitante per la crio-ET poiché sezioni vitreali più spesse di 300-500 nm spesso risultano in ricostruzioni tomografiche a scarsa risoluzione [33]. Ciò significa che l'analisi della maggior parte delle cellule e dei tessuti eucarioti richiede procedure difficili per produrre fette o lamelle congelate più sottili.

La sensibilità del materiale incorporato nel ghiaccio utilizzato per la crio-ET genera importanti sfide relative a (1) preparazione/manipolazione del campione e (2) imaging sotto un fascio di elettroni.

Preparazione del campione per cryo-ET

Mentre è possibile l'imaging crio-ET diretto di cellule batteriche [34, 35] e archeali [36], organelli eucarioti isolati [37], bordi cellulari e organelli che sporgono dal corpo cellulare principale [38], studi simili dalla maggior parte delle cellule eucariotiche, comprese le cellule vegetali, richiedono il sezionamento o l'assottigliamento del campione prima dell'imaging.

La produzione di campioni sottili (idealmente spessi 300 nm o più sottili) di cellule eucariotiche congelate è una sfida tecnica. Tradizionalmente, ciò è stato ottenuto mediante crio-ultramicrotomia o sezionamento vetrificato [39, 40]. Qui, i campioni possono essere vetrificati in un congelatore ad alta pressione in speciali supporti a forma di cupola o tubi di rame che possono poi essere inseriti in un crio-ultramicrotomo per il sezionamento a temperature criogeniche. Sebbene negli ultimi anni siano diventati disponibili numerosi accessori per facilitare la manipolazione del campione per il sezionamento vetrificato [39, 41-43] (Fig. 2a-d), questa è ancora una tecnica molto impegnativa. Inoltre, il sezionamento vetrificato provoca spesso artefatti da taglio come segni di coltello, deformazione per compressione e crepacci [39, 44, 45].

Sezionamento vitreo di cellule di lievito. (a) Le cellule di lievito congelate ad alta pressione vengono sezionate in un crio-ultramicrotomo Leica UC7 con un doppio micromanipolatore Diatome. 1, criocamera UC7 2, dispositivo di scarica elettrostatica 3, micromanipolatore destro con supporto griglia 4, micromanipolatore sinistro con capelli rivestiti in oro 5, griglia 6, campione 7, crio-coltello. (b) Nastro di crio-sezioni vetrose da 50 nm di cellule di lievito congelate ad alta pressione. Il nastro è stato attaccato alla griglia utilizzando un dispositivo di scarica. (c) Crio-sezioni di cellule di lievito riprese a -178 ° C utilizzando un supporto per criocrio Gatan 626 con ingresso laterale su un microscopio crioelettronico Tecnai F30. M, mitocondri N, nucleo V, vacuolo. (d) Dettagli di un mitocondrio dal pannello (c). Barre di scala: 500 nm.

Sezionamento vitreo di cellule di lievito. (a) Le cellule di lievito congelate ad alta pressione vengono sezionate in un crio-ultramicrotomo Leica UC7 con un doppio micromanipolatore Diatome. 1, criocamera UC7 2, dispositivo di scarica elettrostatica 3, micromanipolatore destro con supporto griglia 4, micromanipolatore sinistro con capelli rivestiti in oro 5, griglia 6, campione 7, crio-coltello. (b) Nastro di crio-sezioni vetrose da 50 nm di cellule di lievito congelate ad alta pressione. Il nastro è stato attaccato alla griglia utilizzando un dispositivo di scarica. (c) Crio-sezioni di cellule di lievito riprese a -178 ° C utilizzando un supporto per criocrio Gatan 626 con ingresso laterale su un microscopio crioelettronico Tecnai F30. M, mitocondri N, nucleo V, vacuolo. (d) Dettagli di un mitocondrio dal pannello (c). Barre di scala: 500 nm.

Per eliminare gli artefatti da compressione e ridurre al minimo la manipolazione del campione, il campione può essere assottigliato mediante fresatura SEM a fascio ionico crio focalizzato (cryo-FIB SEM) [ 46]. Qui, un fascio di ioni di gallio rimuove materiale da un campione vetrificato (ad esempio a Chlamydomonas cellula) e lascia una sottile crio-lamella della cellula. Il processo di fresatura è monitorato da immagini SEM sotto vuoto. I campioni rimangono vitreamente congelati durante la macinazione FIB [ 47]. In una tipica procedura di fresatura crio-FIB-SEM, le cellule vengono congelate a tuffo su griglie EM e posizionate su un supporto crio specializzato all'interno del crio-FIB SEM. Per sul posto fresatura crio-lamellare (o "assottigliamento sulla griglia"), la lamella risultante rimane attaccata alla griglia EM e può essere direttamente visualizzata per crio-ET senza ulteriori manipolazioni [ 46]. Tuttavia, per ottenere un'adeguata vetrificazione mediante congelamento a tuffo e per evitare danni causati da lunghi tempi di macinazione, le cellule trattate con questo approccio devono essere più sottili di 10 μm, [ 33]. Funziona bene per le piccole cellule (batteri e piccole cellule eucariotiche) ma non è ideale per cellule, tessuti e interi organismi più grandi. Per campioni più grandi che richiedono il congelamento ad alta pressione, sono disponibili altre strategie crio-FIB. Ad esempio, è possibile combinare la rifilatura di campioni congelati ad alta pressione mediante crio-ultramicrotomia, seguita da macinazione di crio-FIB per ottenere lamelle spesse fino a 300 nm che possono essere utilizzate per crio-ET [47, 48].

Un altro approccio utilizza una strategia di sollevamento delle lamelle per raccogliere potenzialmente più lamelle da un organismo o tessuto. In questo caso, con l'aiuto di un micromanipolatore all'interno del SEM, le lamelle del vitreo vengono trasferite su una griglia per l'imaging crio-ET [33]. Questa tecnica è spesso assistita dalla visualizzazione delle aree di interesse mediante microscopia ottica a crio-fluorescenza [49] prima della fresatura con crio-FIB ed è stata applicata con successo a Caenorhabditis elegans embrioni [ 33].

Ci sono solo pochi studi su piante e alghe che utilizzano approcci crio-ET. La fresatura Cryo-FIB SEM è stata applicata con successo a Chlamydomonas reinhardtii per la crio-ET per visualizzare l'architettura dei cloroplasti [50], l'organizzazione dei pori nucleari [51], i rivestimenti COPI sulle vescicole derivate dal Golgi [52], gli array proteici all'interno delle cisterne del Golgi [53] e il tethering dei complessi del proteasoma 26S ai pori nucleari [54] . Tuttavia, la maggior parte delle cellule e dei tessuti vegetali non sono suscettibili di sul posto fresatura crio-lamellare (solo come riferimento, una radice di Arabidopsis ha uno spessore di 100 μm). Per la crio-ET di lamelle fresate con crio-FIB, i campioni di piante congelate ad alta pressione potrebbero essere elaborati con due approcci, o il taglio iniziale mediante crio-ultramicrotomia seguito da sul posto fresatura crio-lamellare o procedura di sollevamento delle lamelle e trasferimento delle lamelle risultanti su una griglia per l'imaging.

Raccolta dati e analisi delle immagini in crio-ET

Il danno da radiazioni, il basso rapporto segnale-rumore e il movimento del campione indotto dal fascio sono i principali fattori che limitano la risoluzione nella crio-EM. Le serie di inclinazione singola vengono raccolte utilizzando la modalità a bassa dose di elettroni, focalizzando e tracciando una regione adiacente all'area target per ridurre i danni da irradiazione all'area di interesse. La dose totale di elettroni di una serie di tilt di ±60° deve essere calcolata considerando che ogni immagine dovrebbe derivare da soli 1–2 elettroni/Å 2 , il che spesso si traduce in uno scarso rapporto segnale-rumore. La perdita di risoluzione dovuta al danno da radiazioni può essere ulteriormente ridotta utilizzando uno schema di inclinazione dose-simmetrico [ 55]. Qui, le immagini a bassa inclinazione vengono raccolte all'inizio della serie prima che il danno da radiazioni si accumuli e massimizzino le informazioni ad alta risoluzione, mentre le immagini ad alta inclinazione vengono raccolte più avanti nella serie. Lo scarso rapporto segnale-rumore intrinseco derivante dall'imaging a bassa dose di elettroni nella crio-ET è stato parzialmente superato da (1) lo sviluppo di rivelatori più sensibili, (2) metodi di miglioramento del contrasto e (3) l'applicazione di metodi basati sulla media algoritmi di riduzione del rumore (es. media sub-tomogramma in crio-ET).

L'imaging digitale che utilizza fotocamere con dispositivo ad accoppiamento di carica (CCD) in TEM offre una risoluzione limitata poiché le fotocamere CCD non raccolgono direttamente le informazioni trasportate dagli elettroni. A phosphorescent scintillation screen converts the electron image to photons that are subsequently captured by the CCD camera. This electron-to-photon conversion step poses a limitation to the resolution of images captured by the CCD system. In recent years, the development of more sensitive, direct electron detection devices based on complementary metal–oxide–semiconductor (CMOS) detectors have revolutionized the field of cryo-EM [ 56]. Direct electron detectors/cameras can also improve resolution by minimizing beam-induced drift during imaging. Each tilt may be recorded in movie mode and the individual move slices can be aligned to remove sample drift.

To collect high-resolution images, the sample must be 300-nm thick or thinner to insure that enough elastically-scattered electrons that interact with the sample reach the detector. Elastically-scattered electrons interact with the sample and alter the phase of the electron wave function without energy exchange these electrons can be used for high-resolution imaging. Energy filters are often employed so that only zero-loss electrons contribute to the image. Cryo-samples thicker that 300 nm can produce inelastically scattered electron events that reduce resolution [ 33].

Since in-focus images have low contrast [ 57], frozen unstained biological samples are imaged off-focus using defocus phase contrast. This results in a phase contrast transfer function that provides selective contrast enhancement only in certain frequency ranges within the specimen [ 58]. In addition, defocus phase contrast entails a compromise between image contrast and resolution as the increased contrast results in lower resolution. To further improve contrast in cryo-EM, it is also possible to use phase plates that introduce a phase shift between the scattered and unscattered waves without the need of defocusing and over a wide range of frequencies [ 59, 60].

Averaging-based algorithms applied to cryo-ET data can improve signal-to-noise ratio and therefore, resolution. If cryo-electron tomograms contain repetitive structural features, they can be extracted, averaged and classified using algorithms similar to those used in SPA. This approach is called sub-tomogram averaging [ 11, 12]. However, different from SPA methods, sub-tomogram averaging needs to consider the anisotropic resolution inherent to ET [ 11].

Visualizing plant cells by electron tomography

In combination with other imaging and molecular techniques, the ability to resolve the 3D architecture of cellular components at the nanoscale resolution by ET and cryo-ET provides powerful insights into fundamental plant cellular processes. ET was first applied in the plant cell biology field in 2001 by the Laboratory of Andrew Staehelin at the University of Colorado in Boulder for the study of plant cytokinesis [ 61]. Since then, ET of plastic sections and a few cryo-ET studies of plant cells and algae have been published reporting on a variety of cellular structures and processes, such as preprophase band assembly [ 62– 64], phragmoplast organization [ 65] and cell plate maturation [ 66, 67] organelle dynamics during the cell cycle [ 68] Golgi and trans Golgi Network (TGN) structure and dynamics [ 53, 69– 75] and COPI coat structure on Golgi-derived vesicles [ 52] organization of the endoplasmic reticulum [ 76], its association with lipid droplets in leaves [ 77], and its contact sites with the plasma membrane [ 78] and other organelles [ 79] formation of vacuoles and endosomes/prevacuolar compartments [ 69] ultrastructural changes of plasmodesmata during development [ 80] nuclear pore structure [ 51] and associations between 26S proteasome particles and nuclear pores [ 54] the vesiculation process in multivesicular endosomes [ 81] membrane dynamics in autophagy [ 82, 83] (Fig. 3) membrane remodeling during viral infections [ 84– 86] formation and organization of thylakoid membranes [ 50, 87– 90] mitochondrial structure under iron deficiency [ 86, 91] cell wall architecture [ 92] flagellar architecture and function in Chlamydomonas [ 93, 94].

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

ET has contributed critical insights on the mechanisms underlying dynamic processes in plant and algal cells. Moreover, ET has provided evidence of novel structures whose molecular identities are not entirely known. For example, ET studies of plant cells undergoing cytokinesis revealed the occurrence of a ribosome-depleted zone around by the forming cell plate and phragmoplast mid-zone. This zone also called cell plate assembly matrix is predicted to contain factors that promote membrane fusion and stabilization of microtubule plus ends during cytokinesis [ 66]. Another example is the recent visualization of intracisternal contents in the Chamydomonas Golgi apparatus, including an array of protein linkers that maintain the narrow luminal spacing of the trans cisternae. The molecular identity of these linkers is currently unknown but it has been speculated that they promote cargo exit from the Golgi by pushing cargo to the cisterna periphery [ 53].

Another fascinating example of how a detailed analysis of the 3D architecture of an organelle is critical to understand its basic functions comes from chloroplasts and their thylakoid membranes. A model of thylakoid organization developed in the 60’s and 7’0s postulated that each grana associates with multiple, right-handed helically-arranged stroma thylakoids, with both stacked and unstacked thylakoid membranes. In the context of this model, the fact that thylakoids are a continuous membranous and lumenal system has important implications for our understanding on the light-dependent photosynthetic reactions [ 95, 96]. However, due to the complexity of the thylakoids arrays, it was challenging to fully appreciate their 3D organization. Only recently, ET studies on both plastic-embedded sections and cryofixed plant and Chlamydomonas samples were able to provide 3D structural evidence supporting the helical arrangement of thylakoid membranes [ 50, 87, 90, 95].

Because segmented tomographic models contain quantitative spatial information, it is possible to use them to calculate distances between cellular structures, changes in membrane surface area and volume of complex organelles during maturation or other cellular events captured in electron tomograms. Thus, for example, it has been estimated that in the cellularizing Arabidopsis endosperm, ∼500,000 vesicles fuse together during the assembly of an individual cell plate but 75% of the total membrane is removed from cell plates during maturation [ 61], providing a notion of the magnitude of membrane trafficking fluxes during plant cytokinesis. Tomographic models can also be used as platforms for mathematical simulations. For example, geometries derived from multivesicular endosomes undergoing vesiculation have been used for calculating diffusion of membrane proteins on endosomes [ 81].

Other tomography imaging approaches

As noted, an important constrains in ET is sample thickness, 300 nm for ET and 1.5 μm for STEM-ET. As a consequence, the analysis of a whole eukaryotic cells (5–100-μm thick) and tissues by ET requires laborious and time-consuming serial sectioning and acquisition of multiple tilt-series. An alternative tomographic approach suitable for whole cell imaging is cryo-soft X-ray tomography (cryo-SXT). Here, whole cells with a thickness of up to 15 μm can be imaged in single tomograms using soft X-ray radiation produced by a synchrotron. There is tradeoff in resolution, however, as cryo-SXT is restricted to a resolution of 25 nm. Image contrast is achieved by using the differential absorption of soft X-ray of biological molecules at the ‘water window’ (the spectral region defined by the X-ray absorption of carbon and oxygen) [ 97]. At this energy range, X-rays within this region are absorbed an order of magnitude more strongly by biological materials than by water this difference can be translated into image contrast [ 97]. Soft X-ray tomography offers some unique advantages: the samples are in a frozen-hydrated state so there is no need for fixation and embedding, and it can be imaged directly without staining with heavy metals. In addition, as samples can be freely rotated under the soft X-ray beam, the derived tomographic reconstructions do not suffer from the missing wedge of information as seen in ET. X-ray tomography has been applied to the analysis of intact Chlamydomonas cells [ 98].

Prospettive future

The field of ET has undergone amazing changes in the last decade, with new approaches for direct visualization of frozen-hydrated biological samples, the development of direct electron detectors, and methods for fully automated collection of tilt series. On the sample preparation side, there are three areas that offer new exciting possibilities for the plant cell biology field: (a) new and improved approaches to generate thin lamellas from high-pressure frozen tissues (b) correlative light and cryo-electron microscopy methods to map the location of fluorescent signals into cryo-EM images and (c) the development of genetically-encoded EM-tags.

As mentioned above, the application of cryo-ET to plant cells and tissues will require either cryo-ultramicrotomy followed by sul posto cryo-lamella or cryo-lamella lift-out approaches. Although these two approaches remain technically challenging at present and restricted to a few laboratories with the required expertise, the development of new accessories and micromanipulators are making these methods more broadly accessible.

The imaging of vitreous cryo-lamellas [ 33] and cryo-sections [ 99] by cryo-fluorescent microscopy makes possible the integration of light and electron microscopy data. This approach called correlative light and cryo-electron microscopy (cryo-CLEM) entails the visualization of fluorescent signals (e.g. fluorescently-tagged proteins) in vitrified cells using a light microscope. The vitrified specimen is kept in a specialized cryo-stage at cryogenic temperatures during fluorescence imaging. The location of the fluorescence signal is registered to identify regions of interest that can be later mapped in cryo-sections or cryo-lamellas for cryo-ET imaging [ 100, 101].

One of the most challenging tasks in ET is the identification of molecules and protein complexes within the tomographic reconstructions. One approach for protein identification is the development of genetically-encoded, electron-dense protein tags that can be visualized by TEM. Although a robust and general tag for EM detection has not been developed yet, some peptides based on metallothionein, a small protein of

60 amino acids that can bind

20 gold atoms, seem to hold some promise [ 102, 103]. In addition, other tags that can be visualized by both light and electron microscopy (CLEM tags) are constantly being developed. Many of them use diaminobenzidine (DAB) to induce electron-dense precipitates through polymerization either using peroxidase activity [ 104– 106] or photo-oxidation [ 107, 108]. However, DAB needs to be introduced into the biological samples in the presence of detergents and often results into a diffuse precipitates. A newly developed CLEM tag called FerriTag [ 109] is based on the ability of ferritin particles to sequester iron atoms and can be induced to oligomerize with the protein of interest using the FK506-binding protein (FKBP)–rapamycin–FRB (FKBP-rapamycin binding) heterodimerization system [ 110]. FerriTag consists of an untagged ferritin light chain and FRB–mCherry–ferritin heavy chain and needs to be co-expressed with the protein of interest fused to FKBP-GFP. In the presence of rapamycin, the FKBP and FRB domains heterodimerize and the target protein becomes FerriTagged. So far, this tag has only been tested in mammalian cells resulting in tightly defined electron densities ideal for nanoscale mapping of protein distribution. However, although FerriTag offers some advantages compared with DAB-based CLEM tags, it is also limited in its application since it may not be compatible with iron-sensitive systems and it is only effective when the FKBP and the FRP domains are in the same subcellular compartment.


Steph's Nature and Science A Resource for Middle School Science

1. A cell is the basic unit of structure and function in living things.

2. he cell performs all of the life functions

3. A living thing can be as small as a single cell as in bacteria.

4. A living thing can also have millions of cells, each with a different job as in a human.

La teoria cellulare

1.All living things are made up of one or more cells.

2.Cells are the smallest living thing, the basic unit of structure and function in living things.

3.Cells are made from other cells.

Animal Cell

Click or Tap on the name of the animal cell part to find out its function, or job.

Image Credit: Mariana Ruiz Villarreal LadyofHats Public Domain,https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=8152599

Cellula vegetale

Click or Tap on the name of the plant cell part to find out its function, or job.

Image Credit : By Science Primer (National Center for Biotechnology Information). Vectorized by Mortadelo2005. - SVG version of Image:Celltypes.png., Public Domain, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=2145991

Compare and Contrast the Plant and Animal Cell

1. Plant cells are rectangle shaped, Animal cells are more of a circle shape shape.

2. Plant cells are arranged in a grid, kind of like bricks . Animal cells are all smooched together.


Astratto

Plant cells encase themselves within a complex polysaccharide wall, which constitutes the raw material that is used to manufacture textiles, paper, lumber, films, thickeners and other products. The plant cell wall is also the primary source of cellulose, the most abundant and useful biopolymer on the Earth. The cell wall not only strengthens the plant body, but also has key roles in plant growth, cell differentiation, intercellular communication, water movement and defence. Recent discoveries have uncovered how plant cells synthesize wall polysaccharides, assemble them into a strong fibrous network and regulate wall expansion during cell growth.


Hormonal Influences

Many aspects of differentiation are controlled by ormoni . The hormone auxin, for example, plays an important role in the differentiation of vessel elements, both in intact and wounded plants. This role was first demonstrated in experiments where small incisions were made in stem internodes that cut though the phloem and xylem of a single vascular bundle. Auxin produced by the apical meristem and young leaves above the wound induces parenchyma cells to regenerate the damaged vascular tissue. Parenchyma cells undergo transdifferentiation.

Although they already had differentiated as parenchyma cells from ground meristem precursors, they now repeat the steps that procambial cells take when they differentiate as vessel elements. Cells are induced to do this in a chainlike pattern, so that a new continuous strand of vascular tissue is formed as a detour around the original incision. Scientists know that auxin is involved, since transdifferentiation is blocked when the sources of natural auxin (young leaves and buds) are removed or when auxin transport inhibitors are applied. If natural sources of auxin are removed, and artificial sources added, transdifferentiation of parenchyma cells will occur, regenerating the vascular bundle.


Biologia 171

Alla fine di questa sezione, sarai in grado di fare quanto segue:

  • Describe the cytoskeleton
  • Compare the roles of microfilaments, intermediate filaments, and microtubules
  • Compare and contrast cilia and flagella
  • Summarize the differences among the components of prokaryotic cells, animal cells, and plant cells

If you were to remove all the organelles from a cell, would the plasma membrane and the cytoplasm be the only components left? No. Within the cytoplasm, there would still be ions and organic molecules, plus a network of protein fibers that help maintain the cell’s shape, secure some organelles in specific positions, allow cytoplasm and vesicles to move within the cell, and enable cells within multicellular organisms to move. Collectively, scientists call this network of protein fibers the cytoskeleton . There are three types of fibers within the cytoskeleton: microfilaments, intermediate filaments, and microtubules ((Figure)). Here, we will examine each.


Microfilamenti

Dei tre tipi di fibre proteiche nel citoscheletro, i microfilamenti sono i più stretti. They function in cellular movement, have a diameter of about 7 nm, and are comprised of two globular protein intertwined strands, which we call actin ((Figure)). For this reason, we also call microfilaments actin filaments.


ATP powers actin to assemble its filamentous form, which serves as a track for the movement of a motor protein we call myosin. This enables actin to engage in cellular events requiring motion, such as cell division in eukaryotic cells and cytoplasmic streaming, which is the cell cytoplasm’s circular movement in plant cells. L'actina e la miosina sono abbondanti nelle cellule muscolari. Quando i tuoi filamenti di actina e miosina scivolano l'uno sull'altro, i tuoi muscoli si contraggono.

I microfilamenti forniscono anche una certa rigidità e forma alla cellula. Possono depolimerizzare (smontare) e riformarsi rapidamente, consentendo così a una cellula di cambiare forma e muoversi. I globuli bianchi (le cellule che combattono le infezioni del tuo corpo) fanno buon uso di questa capacità. They can move to an infection site and phagocytize the pathogen.

To see an example of a white blood cell in action, watch white blood cell chases bacteria a short time-lapse of the cell capturing two bacteria. Ne inghiotte uno e poi passa all'altro.

Intermediate Filaments

Several strands of fibrous proteins that are wound together comprise intermediate filaments ((Figure)). Cytoskeleton elements get their name from the fact that their diameter, 8 to 10 nm, is between those of microfilaments and microtubules.


Intermediate filaments have no role in cell movement. La loro funzione è puramente strutturale. They bear tension, thus maintaining the cell’s shape, and anchor the nucleus and other organelles in place. (Figure) shows how intermediate filaments create a supportive scaffolding inside the cell.

I filamenti intermedi sono il gruppo più diversificato di elementi del citoscheletro. Several fibrous protein types are in the intermediate filaments. You are probably most familiar with keratin, the fibrous protein that strengthens your hair, nails, and the skin’s epidermis.

Microtubuli

As their name implies, microtubules are small hollow tubes. Polymerized dimers of α-tubulin and β-tubulin, two globular proteins, comprise the microtubule’s walls ((Figure)). With a diameter of about 25 nm, microtubules are cytoskeletons’ widest components. They help the cell resist compression, provide a track along which vesicles move through the cell, and pull replicated chromosomes to opposite ends of a dividing cell. Like microfilaments, microtubules can disassemble and reform quickly.


Microtubules are also the structural elements of flagella, cilia, and centrioles (the latter are the centrosome’s two perpendicular bodies). In animal cells, the centrosome is the microtubule-organizing center. In eukaryotic cells, flagella and cilia are quite different structurally from their counterparts in prokaryotes, as we discuss below.

Flagella and Cilia

The flagella (singular = flagellum) are long, hair-like structures that extend from the plasma membrane and enable an entire cell to move (for example, sperm, Euglena, and some prokaryotes). When present, the cell has just one flagellum or a few flagella. However, when cilia (singular = cilium) are present, many of them extend along the plasma membrane’s entire surface. They are short, hair-like structures that move entire cells (such as paramecia) or substances along the cell’s outer surface (for example, the cilia of cells lining the Fallopian tubes that move the ovum toward the uterus, or cilia lining the cells of the respiratory tract that trap particulate matter and move it toward your nostrils.)

Despite their differences in length and number, flagella and cilia share a common structural arrangement of microtubules called a “9 + 2 array.” This is an appropriate name because a single flagellum or cilium is made of a ring of nine microtubule doublets, surrounding a single microtubule doublet in the center ((Figure)).


You have now completed a broad survey of prokaryotic and eukaryotic cell components. For a summary of cellular components in prokaryotic and eukaryotic cells, see (Figure).

Components of Prokaryotic and Eukaryotic Cells
Componente cellulare Funzione Presente nei Procarioti? Presente nelle cellule animali? Presente nelle cellule vegetali?
Membrana plasmatica Separates cell from external environment controls passage of organic molecules, ions, water, oxygen, and wastes into and out of cell
Citoplasma Provides turgor pressure to plant cells as fluid inside the central vacuole site of many metabolic reactions medium in which organelles are found
Nucleolo Darkened area within the nucleus where ribosomal subunits are synthesized. No
Nucleo Organello cellulare che ospita il DNA e dirige la sintesi di ribosomi e proteine No
ribosomi Sintesi proteica
Mitocondri Produzione di ATP/respirazione cellulare No
perossisomi Oxidize and thus break down fatty acids and amino acids, and detoxify poisons No
Vescicole e vacuoli Storage and transport digestive function in plant cells No
centrosoma Unspecified role in cell division in animal cells microtubule source in animal cells No No
lisosomi Digestion of macromolecules recycling of worn-out organelles No Alcuni
Parete cellulare Protection, structural support, and maintenance of cell shape Yes, primarily peptidoglycan No Sì, principalmente cellulosa
Cloroplasti Fotosintesi No No
Reticolo endoplasmatico Modifica le proteine ​​e sintetizza i lipidi No
Apparato del Golgi Modifica, ordina, etichetta, impacchetta e distribuisce lipidi e proteine No
Citoscheletro Maintains cell’s shape, secures organelles in specific positions, allows cytoplasm and vesicles to move within cell, and enables unicellular organisms to move independently
flagelli locomozione cellulare Alcuni Alcuni No, except for some plant sperm cells
Ciglia Cellular locomotion, movement of particles along plasma membrane’s extracellular surface, and filtration Alcuni Alcuni No

Riepilogo della sezione

The cytoskeleton has three different protein element types. From narrowest to widest, they are the microfilaments (actin filaments), intermediate filaments, and microtubules. Biologists often associate microfilaments with myosin. They provide rigidity and shape to the cell and facilitate cellular movements. I filamenti intermedi sopportano la tensione e ancorano il nucleo e altri organelli in posizione. I microtubuli aiutano la cellula a resistere alla compressione, fungono da tracce per le proteine ​​motorie che muovono le vescicole attraverso la cellula e attirano i cromosomi replicati alle estremità opposte di una cellula in divisione. They are also the structural element of centrioles, flagella, and cilia.

Risposta gratuita

What are the similarities and differences between the structures of centrioles and flagella?

Centrioles and flagella are alike in that they are made up of microtubules. In centrioles, two rings of nine microtubule “triplets” are arranged at right angles to one another. This arrangement does not occur in flagella.

How do cilia and flagella differ?

Cilia and flagella are alike in that they are made up of microtubules. Cilia are short, hair-like structures that exist in large numbers and usually cover the entire surface of the plasma membrane. Flagella, in contrast, are long, hair-like structures when flagella are present, a cell has just one or two.

Describe how microfilaments and microtubules are involved in the phagocytosis and destruction of a pathogen by a macrophage.

A macrophage engulfs a pathogen by rearranging its actin microfilaments to bend the plasma membrane around the pathogen. Once the pathogen is sealed in an endosome inside the macrophage, the vesicle is walked along microtubules until it combines with a lysosome to digest the pathogen.

Compare and contrast the boundaries that plant, animal, and bacteria cells use to separate themselves from their surrounding environment.

All three cell types have a plasma membrane that borders the cytoplasm on its interior side. In animal cells, the exterior side of the plasma membrane is in contact with the extracellular environment. However, in plant and bacteria cells, a cell wall surrounds the outside of the plasma membrane. In plants, the cell wall is made of cellulose, while in bacteria the cell wall is made of peptidoglycan. Gram-negative bacteria also have an additional capsule made of lipopolysaccharides that surrounds their cell wall.

Glossario


Engineering Perspectives in Biotechnology

2.24.4.1 Relevance of Hydromechanical Stress in Shake Flasks

Hydromechanical stress can become a decisive parameter for growth and product formation of sensitive organisms as animal or plant cell cultures . It has been reported that the morphology of filamentous organisms grown in shake flasks differs from the morphology of organisms grown in stirred-tank reactors because of the obvious differences in hydromechanical stress in both fermentation systems. 14,21,25 Pellets are used to be significantly larger in shake flasks than in stirred-tank reactors at typical operating conditions. The reason for the fundamental difference in the level of hydromechanical stress was not known until recently. It was speculated in the past that the specific power input in shake flasks is lower than in stirred tanks. However, this has been shown to be wrong (see Section 2.24.2 ). Problems often occur during scale-up of a shear-sensitive bioprocess from shake flasks to stirred reactors. 20 Consequently, a successful scale-up requires the characterization of the hydromechanical stress in shaken bioreactors. The maximum local energy dissipation rate εmax can be used to quantify the intensity of hydromechanical stress in fermentation systems. 20


Comparing Plant and Animal Cells

Identify the differences between plant and animal cells and how these differences relate to their cellular functions.

Idea for Classroom Use

Cells are the smallest functional units of life in all organisms. Ask students, do all cells look the same? Which structures might be the same in both a plant and an animal cell? Which might be different?

Have students read and discuss the Cellula vegetale e Animal Cell infographics. In pairs, have students create a Venn diagram (or use the one provided) comparing and contrasting the two types of cells. When finished, have student discuss their findings as a class, summarizing the similarities and differences noted.

Ask students, how do cell structures relate to their function? One example of this is that plant cells have chloroplasts that allow them to perform photosynthesis for energy, but animal cells do not have chloroplasts since they get their energy elsewhere.

organisms that have a well-defined shape and limited growth, can move voluntarily, acquire food and digest it internally, and can respond rapidly to stimuli.

smallest working part of a living organism.

part of the cell in plants and other autotrophs that carries out the process of photosynthesis.

living or once-living thing.

process by which plants turn water, sunlight, and carbon dioxide into water, oxygen, and simple sugars.

organism that produces its own food through photosynthesis and whose cells have walls.

Media Credits

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Direttore

Tyson Brown, National Geographic Society

Autore

Società Geografica Nazionale

Production Managers

Gina Borgia, National Geographic Society
Jeanna Sullivan, National Geographic Society

Program Specialists

Sarah Appleton, National Geographic Society
Margot Willis, National Geographic Society

Ultimo aggiornamento

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Risorse correlate

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Cell Functions

A cell is one of the building blocks of life. Cells are membrane-bound groups of organelles that work together to allow it to function. Some of the major organelles include the nucleus, mitochondria, lysosomes, the endoplasmic reticulum, and the Golgi apparatus. Plant cells also include chloroplasts, which are responsible for photosynthesis. Use these classroom resources to examine how cells function with your students.

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