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Come posso elencare i geni presenti su una data serie di bande?

Come posso elencare i geni presenti su una data serie di bande?



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La mia domanda è correlata a questa. Il mio interesse riguarda questa cancellazione:

del(7)(q11q36)[12]

come definito dall'ISCN.

Vorrei accedere a un elenco dei geni trovati nelle bande da 11 a 36 del settimo cromosoma nell'uomo. Come lo posso fare?


C'è un breve tutorial qui su come cercare per banda. Ecco un documento di aiuto più ampio ed ecco una pagina di aiuto specifica per l'uomo, Fondamentalmente:

  1. Seleziona la specie e il rilascio dell'annotazione. Erano Homo sapiens, a proposito…
  2. Seleziona il cromosoma che ti interessa.
  3. Sul lato sinistro della pagina, si diceRegione mostrata:seguito da due caselle di input. È possibile eseguire la ricerca per banda utilizzando la nomenclatura citogenetica standard:7q11e7q36. Inserisci questi nei campi di input e fai clic suandare. Ecco 7q11:7q36.
  4. Ci sono vari link per scaricare i dati. Forse più rilevante per te, c'è un link a sinistra della pagina che diceDati come vista tabella. Ecco detta pagina, un elenco di geni a vari livelli di caratterizzazione.

Ecco una tabella di diverse query di ricerca che puoi utilizzare. Ci sono un paio di modi per analizzare i dati:

Browser Genoma Interattivo:

  1. Clicca suBrowser del genoma.
  2. Nel campo di ricerca, inserisci le coordinate citogenetiche:7q11;7q36. premereandare. Ecco la pagina risultante.

Browser della tabella (per il download dei dati):

  1. Clicca suStrumenti > Browser tabelle.
  2. Ci sono tante opzioni. Un tutorial può essere trovato qui. La cosa più importante per la tua ricerca èregione. Seleziona ilposizionepulsante di opzione e inserisci le tue coordinate citogenetiche. Lascio a te il resto delle opzioni.

Calcolo delle frequenze geniche (alleliche) in una popolazione | Genetica

Applicazione della legge di Hardy-Weinberg nel calcolo delle frequenze dei geni (alleli) in una popolazione.

Le frequenze geniche per l'allele autosomico e cromosomico sessuale possono essere determinate con l'aiuto della legge di Hardy-Weinberg con il seguente metodo:

A. Calcolo delle frequenze geniche dei geni autosomici:

Un locus genico autosomico può avere alleli codominanti, alleli dominanti e recessivi o alleli multipli. Se si desidera determinare le frequenze geniche per ciascuno di questi tipi di alleli autosomici in una data popolazione, si devono adottare i diversi metodi.

(i) Calcolo delle frequenze geniche per gli alleli codominanti:

Quando gli alleli codominanti sono presenti in un sistema a due alleli, ogni genotipo ha un fenotipo caratteristico. I numeri di ciascun allele in condizioni sia omozigoti che eterozigoti possono essere contati in un campione di individui della popolazione ed espressi come percentuale del numero totale di alleli in un campione.

Se il campione è rappresentativo dell'intera popolazione (contenente proporzionalmente gli stessi numeri trovati nell'intera popolazione) allora possiamo ottenere una stima delle frequenze alleliche nel pool genico. Se in un dato campione di N individui di cui D sono omozigoti per un allele (A 1 A 1 ), H sono eterozigoti (A 1 A 2 ) e R sono omozigoti per l'allele (A 2 A 2 ), allora ND + H + R.

Poiché ciascuno degli N individui è diploide in questo locus, nel campione sono rappresentati alleli 2N. Ciascun genotipo A1A1 ha due alleli A1. Gli eterozigoti hanno un solo allele A1. Lasciando p rappresenta la frequenza dell'allele A 1 e q la frequenza dell'allele A 2, abbiamo-

Il gruppo sanguigno M-N fornisce un utile esempio di una serie di fenotipi dovuti a una coppia di alleli codominanti. Nessuno dei tre possibili fenotipi, M, MN e N, sembra avere un valore di selezione. Le frequenze dei due alleli (vale a dire, L M e L N ) per un campione di un gruppo di americani bianchi che vivono a New York City, Boston e Columbus, Ohio, possono essere calcolate nei seguenti modi:

Il campione di 6.129 persone caucasiche comprende i seguenti tre gruppi in base a fenotipi e genotipi sul sistema M-N:

Per calcolare le frequenze dei due alleli codominanti, L M e L N , va tenuto presente che queste 6.129 persone possiedono un totale di 6.129 x 2 = 12.258 geni. Il numero di alleli L M, ad esempio, è 1.787 + 1.787 + 3.039. Pertanto, il calcolo della frequenza degli alleli L M e L N viene elaborato in questo modo.

Pertanto, le frequenze dei due alleli codominanti in questo campione sono quasi uguali, e ciò si riflette nella stretta approssimazione a un rapporto 1: 2: 1, che è un semplice rapporto monoibrido per alleli codominanti nella genetica mendeliana.

Le frequenze geniche espresse come decimali possono essere utilizzate direttamente per indicare le probabilità (una probabilità è una funzione che rappresenta la probabilità che si verifichi una particolare forma di un evento).

Se possiamo assumere che questo campione sia rappresentativo della popolazione, allora c'è una probabilità di 0,5395 che dei cromosomi che portano questa coppia di alleli, uno scelto casualmente porterà il gene L M , e 0,4605 che porterà L N .

Sia p rappresenta la frequenza genotipica dell'allele L M e q rappresenta la frequenza dell'allele L N, quindi le frequenze di tre genotipi da aspettarsi nella popolazione sono le seguenti:

(ii) Calcolo delle frequenze geniche (alleliche) per gli alleli autosomici dominanti e recessivi:

Il calcolo delle frequenze geniche per alleli che presentano relazioni di dominanza e recessività richiede un approccio diverso da quello utilizzato con alleli codominanti. Un fenotipo dominante può avere uno dei due genotipi, AA o Aa, ma non abbiamo modo (se non attraverso faticosamente test-attraversando ciascun fenotipo dominante) di distinguere quanti sono omozigoti o eterozigoti nel nostro campione.

L'unico fenotipo il cui genotipo è noto con certezza è il recessivo (aa). Se la popolazione è in equilibrio allora possiamo ottenere una stima di q (la frequenza dell'allele recessivo) da q^ (la frequenza del genotipo o fenotipo recessivo).

Se il 75% di una popolazione fosse del fenotipo dominante (A-), allora il 25% avrebbe il fenotipo recessivo (aa). Se la popolazione è in equilibrio rispetto a questo locus genico, ci aspettiamo q 2 = frequenza di aa.

Allora q2 = 0,25, q = 0,5, p= 1 – q = 0,5.

Un'interessante coppia di tratti contrastanti, che è stata rilevata nelle popolazioni umane e non ha un valore selettivo noto, è la capacità o l'incapacità di assaggiare la feniltiocarbammide chimica (“PTC”, C7h3n2S), detta anche feniltiourea. Questo è stato riportato da Fox nel 1932, che ha trovato una situazione simile per molti altri tiocarbammidi.

Il test è semplice e può essere facilmente eseguito da qualsiasi classe di genetica. La procedura usuale consiste nell'impregnare la carta da filtro con una soluzione diluita di PTC (circa 0,5-1 grammo per litro), lasciarla asciugare, quindi posizionare un po' della carta trattata sulla punta della lingua.

Circa il 70 per cento di una popolazione bianca americana può assaggiare la sostanza, generalmente molto amara, raramente dolciastra. Sebbene la base fisiologica sia sconosciuta, la capacità di gustare dipende da un gene completamente dominante, che designeremo come T. Quindi i degustatori sono T-(TT o Tt) ei non degustatori sono tt.

Da un gruppo di 146 studenti di genetica che si sono testati per la capacità di degustazione, 105 erano assaggiatori e 41 non assaggiatori. Da questi risultati si possono facilmente calcolare le frequenze degli alleli T et nel campione.

I 41 (28 per cento del campione) non degustatori sono persone di genotipo tt, e nel teorema di Hardy-Weinberg possono essere rappresentati da q 2 Pertanto:

q 2 = 0,28 e q ​​= VO.28 = 0,53 (frequenza di t).

Poiché p + q = 1, p = 1 – q p = 1 – 0,53 = 0,47 (frequenza di T). La frequenza degli assaggiatori omozigoti ed eterozigoti può ora essere calcolata, usando l'espressione p 2 + 2pq + q 2 = 1.

2pq = Tt = 2(0,47 x 0,53) = 0,4983

q2 = tt = (0,53) 2 = 0,2809/1.0000

Testando campioni rappresentativi di diverse popolazioni, le frequenze di T e t in quei gruppi possono essere calcolate in modo simile.

(iii) Calcolo delle frequenze geniche (alleliche) per alleli multipli autosomici:

Il binomio (p + q) 2 = 1 si applica quando si verificano solo due alleli autosomici in un dato locus. Per i casi di più alleli, aggiungiamo semplicemente più termini all'espressione.

I quattro gruppi sanguigni umani: A, B, AB e O sono determinati da una serie di tre alleli multipli, LA o I A , L B o I B e L 0 o i, se trascuriamo i vari sottotipi.

Quindi, in un'analisi della frequenza genica, possiamo qui lasciare:

Quindi, i genotipi in una popolazione sotto accoppiamento casuale saranno dati da (p + q + r) 2 .

In un campione di 23.787 persone di Rechester, New York, sono state registrate le seguenti frequenze per quattro gruppi sanguigni:

La frequenza di ciascun allele può ora essere calcolata da questi dati, ricordando che abbiamo lasciato p, q e r rappresentano le frequenze dei geni I A , I B , i rispettivamente.

Il valore di r, cioè la frequenza del gene i, è immediatamente evidente dalla figura data:

r = √0.444 = 0,6663 (= frequenza di i)

La somma dei fenotipi A e O è data da (p + r) 2 = 0,418 + 0,444 = 0,862 quindi,

Quindi p = (p + r)-r = 0,9284 – 0,6663 = 0,2621 (= frequenza di I A ).

Poiché p + q +r= 1, q = 1 – (p + r) = 1 -0,9284 = 0,0716 (= frequenza di I B ) possiamo ora calcolare le frequenze genotipiche come mostrato nella seguente tabella:

B. Calcolo delle frequenze geniche per i geni legati al sesso:

Gli alleli nei cromosomi sessuali possono presentarsi con una frequenza diversa rispetto a quelli negli autosomi a causa della difficile disposizione dei cromosomi sessuali nei due sessi. Le stesse tecniche, con una piccola modifica, possono essere utilizzate nel trattamento dei geni legati al sesso.

Tuttavia, poiché i maschi umani o i maschi di Drosophila essendo sessi eterogametici contengono solo un cromosoma X, non possono riflettere una distribuzione binomiale per la combinazione casuale di coppie di geni legati al sesso come femmine. La distribuzione dell'equilibrio dei genotipi per un carattere legato al sesso, dove p + q = I, è data da-

Nella popolazione umana il daltonismo rosso-verde è un tratto dovuto a un recessivo legato al sesso, che possiamo designare r. Circa l'8% dei maschi è daltonico. Questo mostra subito che q, la frequenza del gene r, è 0,08 e p, la frequenza del suo allele normale, R è 0,92. Pertanto, la frequenza delle femmine daltoniche dovrebbe essere q 2 = 0,0064.

Si tratta di ciò che si trova. I dominanti legati al sesso possono essere gestiti in modo simile nel caso della normale visione dei colori, con il valore di p – 0,92, l'incidenza delle donne normali è p 2 + 2pq = 0,9936.


Posizione molecolare

Il Progetto Genoma Umano, uno sforzo di ricerca internazionale completato nel 2003, ha determinato la sequenza dei nucleotidi per ciascun cromosoma umano. Queste informazioni sulla sequenza consentono ai ricercatori di fornire un indirizzo più specifico rispetto alla posizione citogenetica per molti geni. L'indirizzo molecolare di un gene individua la posizione di quel gene in termini di nucleotidi. Descrive la posizione precisa del gene su un cromosoma e indica la dimensione del gene. Conoscere la posizione molecolare consente inoltre ai ricercatori di determinare esattamente quanto è lontano un gene da altri geni sullo stesso cromosoma.

Diversi gruppi di ricercatori spesso presentano valori leggermente diversi per la posizione molecolare di un gene. I ricercatori interpretano la sequenza del genoma umano utilizzando una varietà di metodi, che possono comportare piccole differenze nell'indirizzo molecolare di un gene.


Aallcc

C. I cromosomi dei genitori nell'incrocio di prova sono ALc e alC delle femmine e alc dei maschi.

Tutti gli animali che ricevono Al o aL dal genitore femminile dimostrano una ricombinazione tra il un e io geni del cromosoma. Pertanto, gli animali che sono AallCc, Aallcc, aaLlCc e aaLlcc sono ricombinanti, quindi il numero totale di ricombinanti (1+22+24+3) diviso per il numero totale di progenie (1000) fornisce una distanza della mappa di 5 m.u. tra un e io.

Tutti gli animali che ricevono AC o ac dal genitore femminile dimostrano una ricombinazione tra i un e C geni del cromosoma. Pertanto, gli animali che sono AaLlCc, AallCc, aaLlcc e aallcc sono ricombinanti, quindi il numero totale di ricombinanti (56+1+3+60) diviso per il numero totale di progenie (1000) fornisce una distanza della mappa di 12 m.u. tra un e C.

Tutti gli animali che ricevono LC o lc dal genitore femminile dimostrano una ricombinazione tra il io e C geni del cromosoma. Pertanto, gli animali che sono AaLlCc , Aallcc, aaLlCc e aallcc sono ricombinanti, quindi il numero totale di ricombinanti (56+22+24+60) diviso per il numero totale di progenie (1000) fornisce una distanza mappa di 16.2 (

17) m.u. tra io e C.

Pertanto, la mappa genetica è: C 12 un 5 io

D. L'interferenza genetica (I) è la misura dell'indipendenza dei crossover l'uno dall'altro, calcolata come:

io = 1 - attesi doppi crossover

osservati doppi crossover

In questo caso sono stati trovati i quattro doppi crossover. Tuttavia, utilizzando la formula, ti aspetteresti 6 (0,05 x 0,12 x 1000). Pertanto, l'interferenza genetica = 1 (4/6), quindi I = .33. In altre parole, c'è una notevole interferenza. In realtà, questa è una conclusione terribile, poiché i numeri sono troppo piccoli. La vera risposta dovrebbe essere che ci sono dati insufficienti.

3. a. Se i geni sono separati da 50 unità mappa, il numero di cromosomi ricombinanti è uguale al numero di cromosomi non ricombinanti. Ciò equivale ad avere geni non collegati.

B. La somma di molte piccole distanze di mappa tra i geni può aggiungere fino a oltre 100 unità di mappa. Ad esempio, se un e B sono 30 m.u. a parte, B e C distano 40 unità di mappa e C e D distano 30 unità di mappa l'una dall'altra, un e D saranno distanti 100 unità mappa.

4. a. ab/++ femmine X a+/+b maschi

B. Fenotipi parentali: A, B, & WT Fenotipo ricombinante: AB

C. Per determinare una formula per la distanza della mappa, cercare il fenotipo ricombinante più diffuso. In questo caso, l'unico fenotipo ricombinante è AB. La distanza della mappa è il numero di ricombinanti sul totale degli animali, quindi una formula per calcolare la distanza della mappa è #AB/totale = p(1-p)/4, oppure p/4 se p è piccolo.

D. Determinazione del valore p da un incrocio tra due trans gli eterozioghi sarebbero più difficili, perché il numero di animali AB, l'unica classe ricombinante, è pari a p 2 /4.

5. Consultare la tabella sottostante:

ii. A = a/ab o ac/ab B = b/ab o bc/ab

B. Se C è a destra di ab, A darà WT e C mentre B darà WT. Se C è a sinistra di ab, A darà WT mentre B darà WT e C. Se C giace tra un e B, sia A che B daranno WT e C.

C. Se i ricombinanti A accoppiati con animali C producono progenie WT e C mentre i ricombinanti B accoppiati con animali C producono solo progenie WT, allora C si trova alla destra di un e B. Se i ricombinanti A accoppiati ad animali C producono solo progenie WT mentre i ricombinanti B accoppiati ad animali C producono progenie WT e C, allora C si trova alla sinistra di un e B. Se entrambi i ricombinanti A e B producono progenie WT e C quando accoppiati con animali C, allora C giace tra un e B.

D. In questo metodo vengono utilizzate solo la progenie A e B perché possono essere distinte dalla progenie non ricombinante.

e. Poiché entrambi gli animali ricombinanti A e B producono animali C, C deve trovarsi tra un e B. 33 animali sono il risultato di ricombinazioni tra un e C, mentre 11 animali sono il risultato di ricombinazioni tra B e C. Da quando un e B sono 2,4 m.u. a parte, C è 1,8 m.u. alla destra un e 0,6 m.u. alla sinistra di B.

F. io. Se c è molto a destra di entrambi i geni, potresti ottenere doppi ricombinanti. In a.i., la progenie A sarebbe ac/ab da singoli ricombinanti e a/ab da doppia ricombinazione. La progenie B sarebbe b/ab da singola ricombinazione e bc/ab da doppia ricombinazione.

ii. Il doppio crossover potrebbe fartelo pensare C era tra un e B.

ii. Per risolvere il problema, mappa C utilizzando un diverso set di marcatori. Ad esempio, se C è molto a destra di B, usa un pennarello aggiuntivo D che si trova a destra di C.


Biologia molecolare del test genetico della malattia di Huntington

I test genetici possono rivelare variazioni nei geni che possono causare malattie o malattie. Può essere fatto in modo predittivo, per valutare il rischio di una persona di sviluppare una condizione, o in modo diagnostico, per confermare una diagnosi. Prima di decidere di sottoporsi a test genetici presintomatici per la malattia di Huntington, una persona di solito si consulta con un consulente genetico. La procedura è del tutto facoltativa e la decisione di sottoporsi a test genetici può essere emotivamente difficile. Pertanto, è importante capire come funziona il test genetico, i suoi rischi e benefici e le conseguenze dei risultati del test. Il consenso informato è necessario maggiori informazioni su questo processo sono disponibili qui.

In generale, i test genetici vengono eseguiti su un campione di tessuto o fluido. Questo può essere un tampone sulla guancia, sangue, urina, capelli o campione di liquido amniotico. Quindi, il campione viene inviato a un laboratorio, dove i tecnici lo analizzano e cercano un cambiamento nel livello delle proteine ​​o nel DNA.

Per la malattia di Huntington, il test genetico viene eseguito su un campione di sangue. Una volta inviato al laboratorio, i tecnici eseguono un test del DNA per esaminare il gene dell'huntingtina e, in particolare, per verificare la caratteristica di ripetizione CAG espansa della MH. L'obiettivo del test è misurare il numero di ripetizioni nel gene dell'huntingtina. Maggiori informazioni sulle mutazioni del DNA e sull'espansione della ripetizione CAG nella malattia di Huntington possono essere trovate qui.

Puoi anche guardare un video di HOPES sui test genetici qui.

Come funziona il test genetico per la Malattia di Huntington?

I tecnici di laboratorio eseguono una serie di passaggi per ispezionare il DNA fornito nel campione di sangue. Diamo un'occhiata più da vicino a ciascuno di questi passaggi.

Fase 1- La reazione a catena della polimerasi: fare molte copie del DNA per l'analisi.

La reazione a catena della polimerasi, o PCR, viene utilizzata per isolare il DNA e farne molte copie. È necessario per fare molte copie del gene dell'huntingtina, consentendo agli scienziati di esaminarlo più da vicino. La PCR produce milioni di copie di DNA in un breve lasso di tempo e comprende alcuni passaggi come segue.

In primo luogo, il campione di DNA viene riscaldato a quasi 100°C. Il DNA è normalmente a doppio filamento in una formazione ad elica, ma il calore fa sì che i filamenti di DNA si separino in filamenti singoli. Questo processo è chiamato denaturazione.

Quindi, il campione viene leggermente raffreddato. Ora, i primer possono legarsi a ciascun filamento di DNA. Queste sono piccole molecole che servono come materiale di partenza per una reazione chiamata polimerizzazione. L'obiettivo di questa reazione è creare più DNA. Un enzima chiamato DNA polimerasi crea nuovi filamenti di DNA aggiungendo nucleotidi, l'unità strutturale del DNA, al primer su ciascun filamento. È come aggiungere elementi costitutivi a una torre di blocchi preesistente. Man mano che vengono aggiunti più nucleotidi, il filamento viene esteso e, alla fine, viene creata una nuova copia del gene.

Fase 2- Elettroforesi su gel: separazione di frammenti di DNA in base alle dimensioni.

Dopo aver creato milioni di copie del gene huntingtina utilizzando la PCR, siamo ora pronti per separare i frammenti di DNA, al fine di esaminarli più da vicino. Questo può essere fatto usando una tecnica chiamata elettroforesi su gel. Il principio è semplice: i frammenti di DNA vengono separati in base alla loro dimensione perché i frammenti più piccoli sono in grado di viaggiare attraverso il gel più velocemente di quelli più grandi. Diamo un'occhiata più da vicino a come viene eseguita esattamente l'elettroforesi su gel.

In primo luogo, gli enzimi di restrizione si attaccano al DNA e lo tagliano in piccoli frammenti. Quindi, i pezzi di DNA vengono posti in piccoli pozzetti in un gel che galleggia orizzontalmente in una soluzione tampone. Questa soluzione si trova tra due elettrodi, uno positivo e l'altro negativo. Una volta che una corrente elettrica è passata attraverso il gel, i frammenti di DNA iniziano a muoversi. Il DNA è caricato negativamente, quindi è attratto dall'elettrodo positivo. I frammenti più piccoli si muovono più velocemente di quelli più grandi, quindi si spostano su una distanza maggiore verso l'elettrodo positivo.

Fase 3- Ispezione dei frammenti di DNA: quante ripetizioni CAG?

Ora che i frammenti di DNA sono stati separati, i tecnici sono pronti per ispezionare ogni frammento di DNA. Lo fanno per valutare il numero di ripetizioni CAG nel gene dell'huntingtina.

Gli individui che non hanno la MH di solito hanno 28 o meno ripetizioni. Gli individui con MH di solito hanno 40 o più ripetizioni.

Le informazioni sui risultati dei test e sul loro significato sono disponibili qui.

Per ulteriori letture

HOPES è un team di docenti e studenti universitari presso la Stanford University dedicato a rendere le informazioni scientifiche sulla malattia di Huntington (HD) più facilmente accessibili al pubblico


  • Dominio incompleto: Il fenotipo ibrido è una miscela dell'espressione di entrambi gli alleli, risultante in un terzo fenotipo intermedio. Esempio: fiore rosso (RR) X Fiore bianco (r) = Fiore rosa (Rr)
  • Codominanza: Il fenotipo ibrido è una combinazione degli alleli espressi, risultante in un terzo fenotipo che include entrambi i fenotipi. (Esempio: fiore rosso (RR) X Fiore bianco (r) = Fiore rosso e bianco (Rr)
  • Dominio incompleto: Il fenotipo può essere espresso a vari gradi nell'ibrido. (Esempio: un fiore rosa può avere una colorazione più chiara o più scura a seconda dell'espressione quantitativa di un allele rispetto all'altro.)
  • Codominanza: Entrambi i fenotipi sono pienamente espressi nel genotipo ibrido.

File di dati aggiuntivi

I seguenti dati aggiuntivi sono disponibili con la versione online di questo documento. Il file di dati aggiuntivi 1 è una tabella che confronta le caratteristiche fisiche di D. melanogaster e CRP umani, insieme ai loro numeri di accesso RefSeq. Il file di dati aggiuntivi 2 è una tabella di confronto simile D. melanogaster e MRP umani. Il file di dati aggiuntivi 3 è una tabella che elenca tutti i Minuto loci in un contesto storico. Il file di dati aggiuntivo 4 è una tabella che mostra le nostre analisi genetiche complete dell'aploinsufficienza del gene della proteina ribosomiale. Il file di dati aggiuntivo 5 è una tabella che elenca il gene CRP-Minuto corrispondenze di locus disposte in ordine alfanumerico per simbolo del gene RP. Il file di dati aggiuntivo 6 è una tabella che mostra le nostre analisi genetiche dell'aploinsufficienza del gene del fattore di traduzione.


Come posso elencare i geni presenti su una data serie di bande? - Biologia

Mendel sottintendeva che per un dato gene potessero esistere solo due alleli, uno dominante e uno recessivo. Ora sappiamo che si tratta di una semplificazione eccessiva. Sebbene i singoli esseri umani (e tutti gli organismi diploidi) possano avere solo due alleli per un dato gene, possono esistere più alleli a livello di popolazione in modo tale da osservare molte combinazioni di due alleli. Si noti che quando esistono molti alleli per lo stesso gene, la convenzione è quella di indicare il fenotipo o genotipo più comune tra gli animali selvatici come il tipo selvaggio (spesso abbreviato “+”) questo è considerato lo standard o la norma. Vengono considerati tutti gli altri fenotipi o genotipi varianti di questo standard, il che significa che si discostano dal tipo selvatico. La variante può essere recessiva o dominante rispetto all'allele wild-type.

Un esempio di alleli multipli è il colore del mantello nei conigli (Figura 1). Qui, esistono quattro alleli per il C gene. La versione wild-type, C + C + , è espresso come pelliccia marrone. Il fenotipo del cincillà, C ch C ch, è espresso come pelliccia bianca con la punta nera. Il fenotipo himalayano, C h C h, ha pelo nero alle estremità e pelo bianco altrove. Infine, il fenotipo albino, o “incolore”, cc, è espresso come pelliccia bianca. In caso di alleli multipli, possono esistere gerarchie di dominanza. In questo caso, l'allele wild-type è dominante su tutti gli altri, il cincillà è dominante in modo incompleto su himalayano e albino, e himalayano è dominante sull'albino. Questa gerarchia, o serie allelica, è stata rivelata osservando i fenotipi di ogni possibile prole eterozigote.

Figura 1. Esistono quattro diversi alleli per il colore del mantello del coniglio (C) gene.

Figura 2. Come si vede confrontando il wild-type Drosophila (a sinistra) e il Antennapedia mutante (a destra), il mutante Antennapedia ha le gambe sulla testa al posto delle antenne.

Il dominio completo di un fenotipo wild-type su tutti gli altri mutanti si verifica spesso come effetto del “dosaggio” di uno specifico prodotto genico, in modo tale che l'allele wild-type fornisca la giusta quantità di prodotto genico mentre gli alleli mutanti non possono. Per la serie allelica nei conigli, l'allele di tipo selvatico può fornire un dato dosaggio di pigmento del pelo, mentre i mutanti forniscono un dosaggio minore o del tutto assente. È interessante notare che il fenotipo himalayano è il risultato di un allele che produce un prodotto genetico sensibile alla temperatura che produce solo pigmento nelle estremità più fredde del corpo del coniglio.

In alternativa, un allele mutante può essere dominante su tutti gli altri fenotipi, incluso il tipo selvatico. Ciò può verificarsi quando l'allele mutante interferisce in qualche modo con il messaggio genetico in modo che anche un eterozigote con una copia dell'allele wild-type esprima il fenotipo mutante. Un modo in cui l'allele mutante può interferire è migliorando la funzione del prodotto del gene wild-type o modificandone la distribuzione nel corpo.

Un esempio di questo è il Antennapedia mutazione in Drosophila (Figura 2). In questo caso, l'allele mutante espande la distribuzione del prodotto genico e, di conseguenza, il Antennapedia eterozigote sviluppa zampe sulla testa dove dovrebbero essere le sue antenne.

Più alleli conferiscono resistenza ai farmaci nel parassita della malaria

La malaria è una malattia parassitaria nell'uomo trasmessa da zanzare femmine infette, tra cui Anopheles gambiae (Figura 3a) ed è caratterizzato da febbre alta ciclica, brividi, sintomi simil-influenzali e anemia grave. Plasmodium falciparum e P. vivax sono gli agenti causali più comuni della malaria, e P. falciparum è il più mortale (Figura 3b). Quando prontamente e correttamente trattata, P. falciparumla malaria ha un tasso di mortalità dello 0,1 per cento. Tuttavia, in alcune parti del mondo, il parassita ha sviluppato una resistenza ai trattamenti contro la malaria comunemente usati, quindi i trattamenti contro la malaria più efficaci possono variare in base alla regione geografica.

Figura 3. La (a) Anopheles gambiae, o zanzara africana della malaria, agisce come vettore nella trasmissione all'uomo del parassita che causa la malaria (b) Plasmodium falciparum, qui visualizzato mediante microscopia elettronica a trasmissione a falsi colori. (credito a: James D. Gathany credito b: Ute Frevert falsi colori di Margaret Shear dati scale-bar di Matt Russell)

Nel sud-est asiatico, in Africa e in Sud America, P. falciparum ha sviluppato una resistenza ai farmaci antimalarici clorochina, meflochina e sulfadossina-pirimetamina. P. falciparum, che è aploide durante la fase della vita in cui è infettiva per l'uomo, ha sviluppato alleli mutanti multipli resistenti ai farmaci del dhps gene. Vari gradi di resistenza alla sulfadossina sono associati a ciascuno di questi alleli. Essendo aploide, P. falciparum necessita di un solo allele farmacoresistente per esprimere questo carattere.

Nel sud-est asiatico, diversi alleli resistenti alla sulfadossina del dhps gene sono localizzati in diverse regioni geografiche. Questo è un fenomeno evolutivo comune che si verifica perché i mutanti resistenti ai farmaci sorgono in una popolazione e si incrociano con altri P. falciparum isola nelle immediate vicinanze. I parassiti resistenti alla sulfadossina causano notevoli difficoltà umane nelle regioni in cui questo farmaco è ampiamente utilizzato come rimedio da banco contro la malaria. Come è comune con gli agenti patogeni che si moltiplicano in grandi numeri all'interno di un ciclo di infezione, P. falciparum evolve in modo relativamente rapido (oltre un decennio circa) in risposta alla pressione selettiva dei farmaci antimalarici comunemente usati. Per questo motivo, gli scienziati devono lavorare costantemente per sviluppare nuovi farmaci o combinazioni di farmaci per combattere il carico di malaria in tutto il mondo. [1]


Test diagnostici delle zecche

Una volta ricevuta la zecca, i nostri tecnici di laboratorio utilizzeranno la microscopia per identificare la specie di zecca, lo stadio della vita, il sesso e la misurazione dell'ingorgo.

Siamo in grado di testare 17 diversi patogeni trasmessi dalle zecche, ciascuno associato a 1 o più specie di zecche. L'elenco seguente descrive il nome comune, il nome scientifico, il tipo di organismo e il potenziale vettore di zecca di ciascuno di questi agenti patogeni.

Il test di spunta avviene in 3 fasi e può essere completato entro 72 ore.

Risultati positivi del test, indicati dalle bande fluorescenti.
Malattia Nome scientifico Tipo di organismo Specie di zecche
Malattia di Lyme Borrelia burgdorferi batteri gambe nere
Febbre ricorrente da zecche Borrelia miyamotoi batteri gambe nere
Malattia di Lyme Borrelia mayonii batteri gambe nere
Babesiosi umana Babesia microti* Protozoi gambe nere
Anaplasmosi granulocitica umana Anaplasma phagocytophilum batteri gambe nere
bartonellosi Bartonella henselae* batteri gambe nere
Micoplasmosi Micoplasma fermentante* batteri gambe nere
Febbre da zecche dei cervi Powassan Virus Lineage II Virus gambe nere
STARI (malattia da eruzione cutanea associata a zecche meridionali) Borrelia solitario batteri Stella solitaria
Ehrlichiosi monocitica umana Ehrlichia chaffeensis batteri Lonestar e American Dog
Ehrlichiosi granulocitica umana Ehrlichia ewingii batteri Lonestar e American Dog
tularemia Francisella tularensis batteri Lonestar e American Dog
Febbre maculosa delle Montagne Rocciose Rickettsia amblyommii e Rickettsia rickettsii* batteri Lonestar e American Dog

Passaggio 1: estrazione del DNA

Il nostro metodo di test cerca la presenza di un agente patogeno testando il suo DNA che si trova tipicamente nell'intestino o nelle ghiandole salivari della zecca.

Tagliando il segno di spunta, usando la forza, agenti chimici di lisi e calore possiamo accedere a questo DNA.

Una volta estratto il DNA dalla zecca, lo isoleremo dagli altri componenti cellulari e lo purificheremo attraverso una serie di passaggi chimici e metodi di filtrazione.

Il prodotto del DNA rimanente può quindi subire la reazione a catena della polimerasi.

Passaggio 2: reazione a catena della polimerasi

La reazione a catena della polimerasi (PCR) è un processo che prende di mira un gene specifico dell'agente patogeno che stiamo testando e lo amplifica in modo esponenziale, producendo miliardi di copie. Se la zecca è positiva per un agente patogeno e il suo DNA è presente nell'estrazione dal primo passaggio, allora saremo in grado di amplificare con successo il DNA abbastanza da visualizzarne la presenza. Se il segno di spunta è negativo per un agente patogeno, non sarà presente DNA e nulla si amplificherà.

Ci sono due tipi di PCR che usiamo nel nostro laboratorio: Real-Time e Tradizionale.

La Real-Time PCR è un processo che monitora l'amplificazione del DNA mentre si verifica rilevando la fluorescenza che aumenta all'aumentare del numero di copie di DNA.

La PCR tradizionale amplificherà ancora il DNA in modo esponenziale, ma i risultati non possono essere letti fino al completamento dell'amplificazione e richiede un passaggio aggiuntivo.

Passaggio 3: elettroforesi su gel

Una volta completata la PCR tradizionale, il campione sarà tinto con fluorescenza e trasferito su un gel che utilizza l'elettricità per separare le molecole di DNA in base alle dimensioni. Ogni gene preso di mira ha una dimensione nota che, se presente, si separerà in una posizione prevista sul gel come una banda di luce. Usando la luce UV possiamo visualizzare le bande di DNA separate per determinare se il DNA dell'agente patogeno è presente.

La reazione a catena della polimerasi è una tecnica altamente accurata utilizzata nei laboratori di tutto il mondo. Questa tecnologia, se utilizzata correttamente, può fornire risultati molto precisi sull'infezione da agenti patogeni nelle zecche.

Processo di estrazione del DNA.

Spuntare Risorse

Il nostro metodo di test cerca la presenza di un agente patogeno testando il suo DNA che si trova tipicamente nell'intestino o nelle ghiandole salivari della zecca.

Tagliando il segno di spunta, usando la forza, agenti chimici di lisi e calore possiamo accedere a questo DNA.

Una volta estratto il DNA dalla zecca, lo isoleremo dagli altri componenti cellulari e lo purificheremo attraverso una serie di passaggi chimici e metodi di filtrazione.

Il prodotto del DNA rimanente può quindi subire la reazione a catena della polimerasi.

Passaggio 2: reazione a catena della polimerasi

La reazione a catena della polimerasi (PCR) è un processo che prende di mira un gene specifico dell'agente patogeno che stiamo testando e lo amplifica in modo esponenziale producendo miliardi di copie. Se la zecca è positiva per un agente patogeno e il suo DNA è presente nell'estrazione dal primo passaggio, allora saremo in grado di amplificare con successo il DNA abbastanza da visualizzarne la presenza. Se il segno di spunta è negativo per un agente patogeno, non sarà presente DNA e nulla si amplificherà.

Ci sono due tipi di PCR che usiamo nel nostro laboratorio: Real-Time e Tradizionale.

Real-Time PCR is a process which monitors the DNA amplification as it is occurring by detecting fluorescence which increases as the number of DNA copies increase.

Traditional PCR will still amplify DNA exponentially, but results can not be read until after the amplification is complete, and requires an additional step.

Step 3: Gel Electrophoresis

Once traditional PCR is complete, the sample will be fluorescently dyed and transferred to a gel which uses electricity to separate DNA molecules by size. Each gene targeted has a known size that if present will separate at an expected location on the gel as a band of light. Using UV light we can visualize the separated DNA bands to determine if the pathogen DNA is present.

Polymerase Chain Reaction is a highly accurate technique used in laboratories all over the world. This technology, when used correctly, can give very precise results of pathogen infection in ticks.

DNA extraction process.


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